Food Hydrocolloids| 向日葵花粉微凝胶增强型海藻酸钙水凝胶珠固定蛋白谷氨酰胺酶：凝胶化与胶体行为及亚麻籽蛋白脱酰胺改性研究总结
近日，中国农业科学院油料作物研究所团队在《Food Hydrocolloids》期刊上发表了题为《Sunflower pollen microgel-reinforced Ca-alginate hydrogel beads for protein glutaminase immobilization: Gelation and colloidal behavior and insights into flaxseed protein deamidation modification》的研究性论文（一区，IF：12.4）。该研究构建了向日葵花粉微凝胶（SPMG）增强型海藻酸钙复合凝胶载体用于固定蛋白谷氨酰胺酶（PG），优化后 SPMG 与海藻酸体积比 2:1 时固定效果最佳，固定化 PG 的 pH、温度及储存稳定性显著提升，将其用于亚麻籽蛋白（FPI）脱酰胺改性，可使 FPI 溶解度提升近 100%、起泡性提升 50%、乳化性提升 70%，同时降低苦味，为酶固定化及植物蛋白功能改良提供了新方案。
植物蛋白因低碳排放优势备受关注，但富含谷氨酰胺基团易形成氢键交联，导致聚集沉淀，溶解度及起泡、乳化等功能特性不佳，限制其食品工业应用。脱酰胺改性可将酰胺键转化为羧基，增强分子斥力、改善蛋白功能，其中酶法改性安全高效，蛋白谷氨酰胺酶（PG）可特异性催化谷氨酰胺残基脱酰胺且不水解蛋白，是理想改性酶。但游离 PG 易聚集自脱酰胺、稳定性差且难以分离，酶固定化是解决该问题的关键手段。现有固定化载体存在酶活性损失、传质阻力大等问题，向日葵花粉微凝胶（SPMG）具有多孔结构、丰富功能基团及良好生物相容性，却凝胶强度不足；海藻酸钙凝胶分离性能优良，但孔隙致密导致传质阻力大。二者复合可优势互补，而其构建的复合载体对 PG 固定化效果及亚麻籽蛋白（FPI）改性的影响尚未明确，因此开展相关研究具有重要意义。
复合载体优化：SPMG 与海藻酸配比决定固定化效果
复合凝胶载体的最优配方为 SPMG 与海藻酸体积比 2:1，结合 EDC/NHS 活化（浓度 0.1%、活化时间 1h）及适宜酶添加量，可实现 PG 的高效固定化。SPMG 通过与海藻酸形成氢键、与 Ca²⁺发生相互作用，调控载体微观结构与水分分布，构建多级多孔网络，既降低传质阻力，又保证载体机械稳定性，使固定化 PG 的酶活显著提升。
固定化 PG 性能：稳定性与催化效率同步提升
与游离 PG 相比，固定化 PG 的 pH 耐受性、热稳定性及储存稳定性显著增强。50℃保温 3h 后，固定化 PG 相对酶活仍维持在 95% 以上，而游离 PG 仅为 85%；4℃储存 28 天，固定化 PG 相对酶活保持 90% 以上，游离 PG 不足 70%。同时，固定化 PG 的最大反应速率（Vmax=3.99μmol/min）远高于游离 PG（0.11μmol/min），且重复使用 10 次后仍保留 47.95% 的初始酶活，具备良好的工业应用潜力。
FPI 改性效果：功能特性与风味全面改善
固定化 PG 对 FPI 的脱酰胺改性温和可控，随着脱酰胺度提升，FPI 的溶解度从 40.98% 提升至 81.93%（近乎翻倍），起泡性提升 50%，乳化性提升 70%，乳液稳定性从 42.20min 延长至 179.73min。改性后 FPI 的苦味显著降低，咸味和酸度等风味特性优化，且分子结构呈现松散化特征，粒子尺寸减小、zeta 电位降低，表面疏水性增强，游离巯基含量上升、二硫键含量下降，界面吸附与稳定能力提升。
作用机制明确：多级效应驱动性能优化
SPMG 与海藻酸钙的复合作用构建了适宜的载体微环境，保障 PG 的结构稳定与高效催化；固定化 PG 通过可控脱酰胺转化 FPI 的谷氨酰胺残基为羧基，增强分子静电斥力，促使蛋白构象展开；结构重构后的 FPI 更易吸附于气液或油水界面，通过降低表面张力、形成致密界面膜，实现功能特性与风味的同步提升，为植物蛋白改性提供了新的技术路径与理论支撑。
Fig. 1. Schematic diagram for the preparation of a new composite gel carrier and the immobilization process of PG with it (a) and the performance of immobilized PG (b-c).
Fig. 2. Pseudocolor, digital, and cryo-SEM images (a) and internal water distribution (b-c) of 0:1, 1:2, 1:1 and 1:2 composite gel microspheres.
Fig. 3. X-ray photoelectron spectra of different samples (a) SPMG, (b) SPMG-CaCl2, (c) Alg, (d) Alg-CaCl2 and (e) SPMG-Alg-CaCl2.
Fig. 4. FTIR (a), XRD (b) TG (c) and DTG (d) spectra of SPMG, SPMG-CaCl2, Alg, Alg-CaCl2 and SPMG-Alg-CaCl2.
Fig. 5. Effect of EDC/NHS concentration (a), activation time (b), and enzyme addition (c) on the enzyme activity of immobilized PG (The shaded areas represent the “error bands”); FTIR (d), TG (e), DTG (f), and CLSM (g-i) of immobilized PG.
Fig. 6. Optimal reaction temperature of immobilized and free PG (a), optimal reaction pH of immobilized and free PG (b), enzymatic reaction kinetics of immobilized and free PG (c), reusability of immobilized PG (d), temperature stability of immobilized and free PG (e), pH stability of immobilized and free PG (f), and storage stability of immobilized and free PG at 4 °C (g) and 25 °C (h).
Fig. 7. Subunit composition (a), solubility (b), foaming property and foam stability (c), emulsifying property and emulsifying stability (d), average particle size (e), and zeta potential (f) of FPI before and after deamidation treatment.
Fig. 8. Secondary structure (a), infrared spectrum (b), ultraviolet spectrum (c), endogenous fluorescence spectrum (d), synchronous fluorescence spectrum (e: Δλ = 15 nm, f: Δλ = 60 nm), surface hydrophobicity (g), and free thiol-disulfide bond content (h) of FPI before and after deamidation treatment.
Fig. 9. Variation of interfacial tension of FPI over time (a-b), and Lissajous plots under different amplitude scans (c).
Fig. 10. The cryo-SEM images of FPI (a) and schematic of diffusion adsorption mechanism at the oil-water interface (b).
https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2026.112552
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